Die Realität ist nicht nur ein- oder zweidimensional. Das gilt nicht zuletzt auch für Zellkulturen.
Was ist anders an dreidimensionalen Modellen im Vergleich zur üblichen 2D-Zellkultur? In der konventionellen zweidimensionalen Zellkultur breiten sich adhärente Zellen auf einer Plastik- oder Glasunterlage als sogenannter „Monolayer“ aus, das heißt als einzellige Schicht. Sie wachsen zu einem dichten Zellrasen heran, hören aber auf sich zu teilen, sobald sie sich zu sehr auf die Pelle rücken (Konfluenz). Normalerweise wachsen sie nicht übereinander weiter, um eine mehrlagige Schicht (Multilayer) zu bilden. Genau das wäre aber nötig, um eine bessere Annäherung der in vitro-Situation an die in vivo-Verhältnisse zu erreichen.
Im menschlichen Körper wachsen Zellen in Zellverbänden und Organen, und die sind nun mal nicht flach, sondern dreidimensional. 2D-Zellkulturmodelle imitieren die reale Situation im Gewebe beziehungsweise Organ sehr unzureichend. Die experimentellen Ergebnisse lassen sich deshalb nur eingeschränkt auf den lebenden Organismus übertragen. Der Experimentator benötigt aber realitätsgetreue Zellkultur-Modelle, die die in vivo-Situation möglichst genau widergeben. Ein wesentlicher Schritt in diese Richtung sind 3D-Zellkulturen.
Zellspheroide, hergestellt mit der Hanging-Drop Methode in einer 386-Mikrotiterplatte.
Inzwischen bieten verschiedene Hersteller gebrauchsfertige Zellkulturartikel an, die für die 3D-Kultur optimiert sind. Dabei spielen Komponenten der extrazellulären Matrix (EZM) eine Schlüsselrolle. Die EZM besteht hauptsächlich aus Wasser und einem Netzwerk struktureller Makromoleküle, zu denen unter anderem Adhäsionsproteine (etwa Fibronectin oder Laminin) und Faserproteine (verschiedene Kollagene, Elastin) gehören. Dieses „Gerüst“ sorgt nicht nur für Form und Stabilität, sondern vermittelt auch gewebespezifische Eigenschaften. Werden Zellen aus dem Zell- und Organverband herausgelöst, gehen die meisten dieser Eigenschaften verloren. Genau das passiert jedoch in der konventionellen 2D-Zellkultur.
Die Beschichtung von Zellkulturoberflächen mit EZM-Komponenten gehört daher zum Pflichtprogramm für trägergestützte 3D-Kulturmodelle. Das allein reicht aber noch nicht. Während konventionelles Zellkulturmaterial starr und unflexibel ist, weist ein natürliches Gewebe eine circa 100.000fach höhere Elastizität auf. Will man die Natur dreidimensional nachahmen, muss man diesen Faktor ebenfalls berücksichtigen.
An dieser Stelle hat die Petrischale ihren großen Auftritt, denn mittlerweile ist diese auch als 3D-Modell zu haben. Sie firmiert dann zum Beispiel unter dem Namen ESS-Petrischale, wobei ESS für Elastically Supported Surface steht. Der Clou dabei ist, dass eine eigentlich starre Petrischale mit einer elastischen Schicht versehen wird, auf deren Oberfläche wiederum verschiedene Anheftungsfaktoren der EZM aufgetragen wurden.
Andere Beispiele für 3D-Trägermaterialien sind zum Beispiel Matrigel oder der Kollagenschwamm. Letzterer eignet sich sowohl für statische wie auch für dynamische (Rollerkultur) Systeme oder bioreaktorgestützte Zellkulturen. Das Ganze funktioniert aber auch ohne Träger, etwa bei der Spheroidkultur. Spheroide sind kugelig aggregierte Zellhaufen, die nicht an ein übliches Zellkultursubstrat gebunden wachsen. Sie werden zum Beispiel als Modell in der Tumorforschung verwendet.
Große Hoffnung auf 3D-Zellkulturmodelle setzt die regenerative Medizin. Erklärtes Ziel ist es, funktionstüchtiges Gewebe (wieder)herzustellen. Dabei kommen verschiedene Strategien zum Einsatz, etwa das Tissue Engineering, bei dem spendereigene Zellen oder Gewebestücke als Ausgangsmaterial dienen. Mit Hilfe von 3D-Zellkulturmodellen wollen Forscher nicht nur einfache Zellschichten sondern auch dreidimensionale, organähnliche Gebilde aus verschiedenen Zelltypen nachbilden. Die Einsatzmöglichkeiten der 3D-Zellkultur reichen hier von Geweben wie Haut, Herzklappen, Leber, Knochen, Knorpel, Darm, Nerven und Gehirn bis hin zur Untersuchung von Wundheilungsprozessen.
Eine der am weitesten entwickelten Anwendungen ist beispielsweise der Hautersatz. Bei diesem begnügt man sich aber nicht mehr mit der dreidimensionalen Züchtung von Oberhaut aus Spender-eigenem Biopsiematerial, sondern hat inzwischen schon alternative Strategien ins Auge gefasst. Man forscht an Haut aus Haaren. Dabei macht man sich die Beobachtung zunutze, dass in verletzter Haut adulte Haar-Stammzellen aus der Umgebung zu den Wundrändern wandern. Stammzellen aus dem Haar sind demnach in der Lage, Haut zu bilden und können dazu beitragen, verletzte Hautareale zu regenerieren.
Ein derzeit ungelöstes Problem sind zum Beispiel großflächige Verbrennungen der Haut, die für die betroffenen Patienten lebensbedrohlich sein können. Auf 3D-kultivierte multipotente Schweißdrüsen-Stammzellen, die dem Spender aus unversehrten Regionen entnommen werden, setzen Forscher hier große Hoffnungen. Die Stammzellpopulationen aus dem Patienten werden in einem in vivo-Verbrennungs-Maus-Modell mit dem Ziel eingesetzt, das geschädigte Gewebe wenigstens teilweise zu retten und die Ausdehnung der Verletzung in die Tiefe (Nachtiefen) zu verringern.
Über die regenerative Medizin hinaus sind 3D-Zellkulturmodelle auch als Testsysteme für die Kosmetikindustrie und in der Pharmaforschung von größtem Interesse. Sie dienen zum Beispiel dazu, Angriffspunkte für eine mögliche Behandlung zu finden (Target-Identifizierung). Die gesuchten Targets sind meist krankheitsrelevante Proteine beziehungsweise Enzyme, die in normalen und kranken Zellen unterschiedlich produziert werden. An den identifizierten „Trefferproteinen“ sollen Arzneimittelkandidaten mittels Screening-Verfahren in präklinischen Studien validiert werden. So spielen etwa 3D-Tumormodelle für die Testung von neuen Krebsmedikamenten eine immer wichtigere Rolle. Bei diesen Wirkstofftests haben trägerfreie Modelle, etwa Spheroide, die Nase vorn, da die kugeligen Zellhaufen die Dreidimensionalität eines Tumors besser wiedergeben. Ob eine neue Substanz auch tatsächlich in das ganze Tumorgewebe eindringt und seine Wirkung entfaltet, kann an 2D-Modellen nicht zufriedenstellend untersucht werden. Zudem ist das Spheroidmodell auf viele verschiedene Krebsarten anwendbar.
Bei so viel anwendungsorientiertem Nutzen in der Medizin und Pharmaforschung mag sich der eine oder andere Grundlagenforscher fragen, welche Vorteile 3D-Modelle für den Zellkultur-Normalo haben könnten. Das Hauptargument für die dreidimensionale Zellkultur ist die Möglichkeit, zelluläre Funktionen zu untersuchen, an denen konventionelle Zellkulturformate scheitern. Bestimmte zelluläre Kontakte (etwa Tight junctions, Desmosomen, Hemidesmosomen) bilden Zellen, die zweidimensional wachsen, entweder nur schwach oder gar nicht aus. Deshalb können entsprechende Zell-Zell-Interaktionen mit einer 2D-Zellkultur nicht adäquat untersucht werden.
Problematisch in 2D-Zellkulturen sind weiterhin die fehlenden EZM-Komponenten in Monolayerkulturen. Auch die Polarisierung epithelialer Zellen lässt sich in der konventionellen Kultur nur schlecht untersuchen, weil dafür ein Zellverband nötig ist. Überdies lässt sich die organtypische Anordnung von parenchymalen und nicht-parenchymalen Zellen in Co-Kulturen viel realistischer in dreidimensionalen Kulturformaten abbilden. Last but not least weiß man schon lange, dass auch Genexpressionsprofile große Unterschiede zwischen 2D- und 3D-Systemen aufweisen, was auf der veränderten epigenetischen Regulation beruht.
Angesichts dieser Beispiele drängt sich die Frage auf, wie zeitgemäß 2D-Zellkultursysteme überhaupt noch sind. Allzu lange dürfte es jedenfalls nicht mehr dauern, bis auch die Zellkultur endgültig in der dritten Dimension angekommen ist.